Una innovadora técnica de imagen desarrollada en la Universidad Carnegie Mellon ha permitido observar células bacterianas individuales abandonando su comunidad de biofilm. Este avance proporciona vistas sin precedentes que mejoran la comprensión de cómo las células individuales en biofilmes se mueven y cómo estos se dispersan, un tema de gran relevancia en el ámbito de la microbiología y la salud pública.
Los hallazgos, publicados en la revista PLOS Biology, ofrecen perspectivas fundamentales sobre los mecanismos subyacentes a la propagación de patógenos en biofilmes. Se estima que hasta un 70% de las infecciones bacterianas humanas son causadas por bacterias que forman biofilmes, estructuras multicelulares que permiten a estas bacterias adquirir nutrientes de manera colectiva y resistir amenazas, como los antibióticos y la cloración.
Los biofilmes, a pesar de estar adheridos a superficies, no son estructuras estáticas. Muchos, como los formados por Vibrio cholerae, pasan por ciclos de formación y descomposición, lo que permite que las bacterias recién liberadas se desplacen a otros entornos. Drew Bridges, profesor asistente del Departamento de Ciencias Biológicas, señala que «la capacidad de transitar dentro y fuera de los biofilmes es crítica para que las bacterias puedan dispersarse entre diferentes nichos, ya sea en el medio ambiente o, más pertinentemente, entre hospedadores o sitios de infección».
Tecnología FAP: Un avance significativo en la microscopía
El estudio de la disolución y dispersión de biofilmes ha sido un reto hasta ahora debido a las limitaciones de la microscopía convencional. «Nadie había podido observar la dispersión de biofilmes con la resolución que logramos», afirma Bridges. La clave de este avance radica en la tecnología de proteínas activadoras de fluorógenos (FAP, por sus siglas en inglés), que emiten luz fluorescente solo cuando están unidas a un fluorógeno, un colorante que normalmente no emite luz.
Las FAPs emiten luz en una región del espectro visible menos utilizada: el espectro rojo lejano. Esta luz es menos tóxica para los organismos vivos y permite una mejor imagen a través de los tejidos. Las FAPs son una solución ideal para un problema común en el estudio de los biofilmes, ya que las proteínas fluorescentes tradicionales requieren oxígeno para emitir luz. Sin embargo, en los biofilmes, la densidad de las bacterias hace que el oxígeno sea escaso, lo que impide que los colorantes se iluminen adecuadamente.
Los investigadores de Carnegie Mellon han utilizado FAPs en el genoma de Vibrio cholerae, añadiendo fluorógenos derivados de verde malaquita a la colonia bacteriana en crecimiento. Con el uso de microscopía confocal de disco giratorio, el equipo ha podido seguir a las células en los biofilmes de V. cholerae mientras se movían, se descomponían y se dispersaban.
Los resultados de esta técnica han revelado que las bacterias comienzan a dispersarse desde los bordes del biofilme. Sin embargo, un subgrupo de células, aproximadamente del 20 al 25%, permanece en su lugar, lo que lleva a Bridges a investigar si esta permanencia se debe a que están atrapadas o si hay otros factores en juego. Además, se han identificado «puntos calientes» de dispersión, donde las células exhiben desplazamientos significativos hacia afuera.
Bridges sugiere que las células actúan como un componente mecánico clave en el biofilme. A medida que algunas de ellas comienzan a abandonar la estructura, el biofilme en su conjunto colapsa. El estudio apunta hacia un modelo en el que ciertas áreas de los biofilmes se vuelven más fluidas, permitiendo que las células se muevan hacia afuera, mientras que los grupos de células más rígidos se comprimen para llenar el espacio recién desocupado.
La investigación liderada por el laboratorio de Bridges continuará explorando cómo se establecen estas diferencias locales en las propiedades mecánicas durante el desarrollo y dispersión del biofilme, con la intención de aplicar la tecnología de etiquetado FAP a otros formadores de biofilmes notorios.
